Patch-Clamp-Technik

Medizinische Expertise: Dr. med. Nonnenmacher
Qualitätssicherung: Dipl.-Biol. Elke Löbel, Dr. rer. nat. Frank Meyer

Letzte Aktualisierung am: 4. September 2026

Dieser Artikel wurde unter Maßgabe medizinischer Fachliteratur und wissenschaftlicher Quellen geprüft.

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Als Patch-Clamp-Technik wird ein elektrophysiologisches Messverfahren bezeichnet. Dabei lassen sich Ionenströme durch einzelne Kanäle innerhalb einer Plasma-Membran messen.

Was ist die Patch-Clamp-Technik?

Die Patch-Clamp-Technik oder Patch-Clamp-Methode zählt zur Elektrophysiologie, die einen Teilbereich der Physiologie bildet und sich unter anderem mit der elektrochemischen Übertragung von Signalen im Nervensystem befasst. Mithilfe dieses Verfahrens ist es möglich, in der Zellmembran einer Körperzelle einzelne Ionenkanäle darzustellen.

Dabei erfolgt eine Messung von Stromstärken, die wenige Pikoampere umfassen. Erstmalig beschrieben wurde die Patch-Clamp-Technik 1976 durch den deutschen Biophysiker Erwin Neher sowie den deutschen Mediziner Bert Sakmann. Für die Entwicklung der Patch-Clamp-Technik erhielten die beiden Wissenschaftler 1991 den Nobelpreis für Physiologie oder Medizin. So wurde die elektrophysiologische Forschung durch die Patch-Clamp-Technik geradezu revolutioniert, weil sie die Möglichkeit eröffnete, elektrisches Verhalten einzelner Membranproteine zu beobachten.

Die Bezeichnung Patch stammt aus dem Englischen und bedeutet übersetzt „Flicken“. Gemeint ist damit ein kleiner Membranausschnitt unterhalb der Patch-Pipette, die als Messelektrode Verwendung findet. Beim Messvorgang erfolgt das Befestigen bzw. Festklemmen (to clamp) des Membranpatches auf vorgegebenen Potentialen.

Vor der Entwicklung dieses Verfahrens war das elektrische Verhalten von Zellen nur in der Summe zugänglich. In den 1950er Jahren hatten die britischen Forscher Alan Hodgkin und Andrew Huxley am ungewöhnlich dicken Riesenaxon des Tintenfischs beschrieben, wie sich ein Aktionspotential aus zeitlich versetzten Ionenströmen zusammensetzt. Ihre Deutung setzte voraus, dass es in der Membran einzelne, sich öffnende und schließende Durchlässe gibt — gesehen hatte solche Durchlässe jedoch niemand. Die Patch-Clamp-Technik machte genau das möglich: Sie zeigte, dass der gemessene Gesamtstrom aus sprunghaften Einzelereignissen besteht und dass das glatte Bild der Summenmessung erst durch deren Mittelung entsteht.

Für einen größeren Kreis von Laboren anwendbar wurde das Verfahren allerdings erst zu Beginn der 1980er Jahre. Bis dahin waren die Messungen durch Leckströme entlang der Berührungsfläche von Glas und Membran gestört. Die Erkenntnis, dass eine sorgfältig gereinigte Pipettenspitze zusammen mit leichtem Unterdruck eine außerordentlich dichte Verbindung im Bereich von Gigaohm eingeht, senkte das Störrauschen so weit, dass auch sehr kleine Ströme sauber darstellbar wurden. Auf dieser Verbindung, dem Gigaseal, beruhen sämtliche Varianten des Verfahrens.

Die Bedeutung der Methode reicht weit über die Nervenzelle hinaus. Ionenkanäle steuern die Erregungsleitung, den Herzschlag, die Kontraktion der Muskulatur, die Ausschüttung von Hormonen und die Umsetzung von Sinnesreizen in elektrische Signale. Störungen einzelner Kanäle liegen einer ganzen Krankheitsgruppe zugrunde, die als Kanalopathien bezeichnet wird — dazu zählen bestimmte Formen der Epilepsie, erbliche Störungen des Herzrhythmus, Muskelerkrankungen mit anfallsweiser Lähmung sowie die Mukoviszidose, bei der ein fehlerhafter Chloridkanal die Zusammensetzung der Körpersekrete verändert. Die Patch-Clamp-Technik erlaubt es, solche Kanäle im Labor nachzubilden und ihr verändertes Verhalten unmittelbar zu messen.

Praktische Bedeutung hat sie darüber hinaus in der Arzneimittelentwicklung. Viele Wirkstoffe binden an Ionenkanäle, gewollt oder ungewollt. Weil die Blockade bestimmter Kaliumkanäle des Herzmuskels die Erregungsrückbildung verzögern und dadurch schwerwiegende Herzrhythmusstörungen auslösen kann, gehört die Untersuchung neuer Substanzen an solchen Kanälen zum festen Bestandteil der vorklinischen Sicherheitsprüfung. Die Patch-Clamp-Technik ist dabei das Bezugsverfahren, an dem sich schnellere Testmethoden messen lassen müssen.

Funktion, Wirkung & Ziele

Die Lipiddoppelschicht der Membran ist für Ionen praktisch undurchlässig. Dennoch findet in unregelmäßigen Abständen ein Austausch geladener Teilchen über die Zellmembran statt. Grund dafür ist die Spannungsabhängigkeit der Ionenkanäle. Erreicht die Membran ein bestimmtes Potential, steigt die Wahrscheinlichkeit, dass sich diese Kanäle öffnen. Ein einzelner Kanal ist dabei immer entweder ganz offen oder ganz geschlossen. An genau diesem Punkt setzt die Patch-Clamp-Technik an. So erfolgt das Vorschieben einer Messpipette zu einem Ionenkanal, wobei die Zellmembran nicht durchstoßen wird. Auf diese Weise lassen sich die Ströme messen, die durch die Ionenkanäle in diesem Membranfleck fließen. Leckströme, die das Resultat der Messung beeinträchtigen könnten, lassen sich durch elektrisch überaus enge Verbindungen zwischen dem Pipettenrand und der Zellmembran zumeist vermeiden.

Aufgebaut ist die Patch-Clamp-Methode auf der Technik der Spannungsklemme (Voltage clamp). Dieses Verfahren war in den 1940er Jahren von dem amerikanischen Biophysiker Kenneth Stewart Cole (1900-1984) entwickelt worden, um Ströme an Nervenzellen zu messen, die intakt sind. Bei der Spannungsklemme findet das Einstechen von zwei Elektroden in eine Zelle statt, um eine Kommando- oder Haltespannung vorzugeben. Zur gleichen Zeit erfolgt mit einer anderen Elektrode das Aufzeichnen der auftretenden Ströme über die Membran.

Möchten Neurophysiologen über den Fluss von elektrischen Strömen durch bestimmte Bereiche einer Nervenzellmembran Bescheid wissen, setzen sie die Patch-Clamp-Technik ein. Dazu verwenden sie eine feine Glaspipette, die von außen auf die Zelle aufgesetzt wird. Durch das Ansaugen mithilfe einer Injektionsspritze lässt sich Unterdruck erzeugen. Mit diesem Vorgehen beult sich die Membran an der entsprechenden Stelle etwas aus. Der Unterdruck sorgt dafür, dass das Glas auf der Membran befestigt wird. Dadurch kommt es zur elektrischen Isolation des kleinen Membranflecks in der Pipette von der restlichen Membran.

Zum Messen der elektrischen Ströme greifen die Neurophysiologen auf einen Patch-Clamp-Verstärker zurück. Dabei handelt es sich um ein spezielles Messgerät. Im idealen Fall kann der Wissenschaftler mit dem Gerät Aufschlüsse über die elektrischen Eigenschaften der einzelnen Ionenkanäle erlangen. Von den Ionenkanälen wird zum Beispiel das Ein- und Ausströmen von Natrium-Ionen, die positiv geladen sind, in den Nervenzellen reguliert. Die Untersuchung findet an den Zellen von Menschen, Pflanzen oder Tieren statt.

Vorgenommen wird die Patch-Clamp-Methode in der Regel an einem Messplatz, der unterschiedliche Geräte umfasst. Auf dem schwingungsgedämpften Messtisch befindet sich ein sogenannter Faraday-Käfig, der zur elektrischen Abschirmung dient. Weiterhin ist ein Lichtmikroskop samt Mikromanipulator vorhanden, um die Patch-Pipette in Position zu bringen. Außerdem verfügt der Pipettenhalter über eine Verbindung mit einem Vorverstärker, während der Probenhalter mit einer Badelektrode verbunden ist. Der Patch-Clamp-Verstärker dient zum Verstärken des Vorverstärker-Signals. Um das Messobjekt sowie die Patch-Pipette zu beobachten, steht außerdem ein Monitor bereit. In den meisten Fällen sind am Messtisch auch noch ein Computer sowie mehrere Datenspeicher vorhanden, die eine digitale Aufzeichnung ermöglichen.

Je nachdem, wie nach dem Herstellen des Gigaseals mit dem Membranfleck weiter verfahren wird, ergeben sich vier Grundkonfigurationen, die unterschiedliche Fragen beantworten. In der Cell-attached-Konfiguration bleibt die Zelle unversehrt; gemessen wird allein an dem Fleck unter der Pipette, während das Zellinnere unbeeinflusst bleibt. Wird der Membranfleck durch einen kurzen, kräftigeren Sog durchbrochen, entsteht die Whole-cell-Konfiguration: Pipetteninneres und Zellinneres bilden nun einen zusammenhängenden Raum, und gemessen wird der Strom über die gesamte Zellmembran. Zieht man die Pipette aus der Cell-attached-Stellung zurück, löst sich der Fleck aus der Membran heraus, und dessen frühere Innenseite weist nach außen — die Inside-out-Konfiguration, in der sich die dem Zellinneren zugewandte Seite eines Kanals gezielt umspülen lässt. Wird die Pipette dagegen aus der Whole-cell-Stellung zurückgezogen, schließt sich die abgerissene Membran zu einem Fleck, dessen Außenseite nach außen zeigt; diese Outside-out-Konfiguration eignet sich für Fragen nach Botenstoffen, die von außen andocken.

Daneben steht die perforierte Ableitung, bei der die Membran unter der Pipette nicht durchbrochen, sondern mit porenbildenden Substanzen elektrisch durchlässig gemacht wird. Ihr Vorteil liegt darin, dass Ionen passieren können, die größeren Moleküle des Zellinneren aber bleiben, wo sie hingehören. Auf diese Weise lassen sich Vorgänge untersuchen, die von löslichen Botenstoffen innerhalb der Zelle abhängen.

Der Verstärker kann in zwei Betriebsarten arbeiten. In der Spannungsklemme wird die Membranspannung auf einem vorgegebenen Wert gehalten und derjenige Strom gemessen, der dafür erforderlich ist — das ist die Betriebsart für Fragen nach dem Verhalten der Kanäle. In der Stromklemme wird umgekehrt ein Strom eingeprägt und die entstehende Spannung aufgezeichnet; so lässt sich beobachten, wie eine Zelle auf Reize antwortet und Aktionspotentiale bildet.

Untersucht werden je nach Fragestellung sehr verschiedene Präparate: vereinzelte Zellen aus der Zellkultur, Zellen, in die zuvor gezielt der Bauplan eines bestimmten Kanals eingebracht wurde, die großen Eizellen des Krallenfrosches als Ausdrucksystem für fremde Kanalproteine sowie dünne, kurzzeitig überlebende Gewebeschnitte, in denen die Zellen noch in ihrem natürlichen Verband liegen. In solchen Schnitten werden die Zielzellen heute unter Infrarotbeleuchtung sichtbar gemacht und gezielt angesteuert, während früher blind auf die Gewebeoberfläche zugefahren werden musste.

Die Patch-Pipetten stellt das Labor selbst her, indem dünnwandige Glasröhrchen erwärmt und auseinandergezogen werden; die Öffnung an der Spitze misst nur Bruchteile eines tausendstel Millimeters und wird häufig noch feuerpoliert. Gefüllt wird die Pipette mit einer Lösung, die dem Zellinneren nachempfunden ist, während die Badlösung die natürliche Umgebung der Zelle nachbildet. Beide Lösungen bestimmen mit, welche Ströme überhaupt sichtbar werden — über die Auswahl der enthaltenen Ionen lassen sich einzelne Kanaltypen gezielt hervorheben oder unterdrücken.

Für die Untersuchung großer Substanzmengen wurden automatisierte Anlagen entwickelt. Bei ihnen wird die Zelle nicht mehr mit einer Glaspipette angesteuert, sondern über einer winzigen Öffnung in einer ebenen Platte angesaugt. Solche Systeme messen viele Zellen nebeneinander und kommen ohne die Handfertigkeit aus, die die klassische Anordnung verlangt; an die Aussagekraft der manuellen Messung am einzelnen Kanal reichen sie jedoch nicht heran.

Risiken, Nebenwirkungen & Gefahren

Nach dem Füllen der Patch-Pipette erfolgt deren Einspannung in einen Mikromanipulator. Die Pipette wird an den Patch-Clamp-Verstärker angeschlossen und behutsam auf eine Zelle gedrückt, die intakt ist. Der Vorgang lässt sich mit einem Monitor oder Mikroskop verfolgen. Unter der Pipette sitzt ein Stück Membran, das als Membranfleck oder Patch bezeichnet wird. Der leichte Unterdruck, der am hinteren Pipettenende erzeugt wird, sorgt für eine starke Verbindung zwischen Pipette und Membran. Dieser Vorgang führt zum Entstehen eines elektrischen Widerstands zwischen Außenlösung und Pipetteninnerem von einigen Gigaohm. Wissenschaftler bezeichnen dies auch als „Gigaseal“, wodurch sich die Cell-Attached-Konfiguration der Patch-Clamp-Methode erreichen lässt.

Der Strom, der einen Ionenkanal im Patch durchfließt, fließt aufgrund des hohen Gigaseal-Widerstands auch durch den Inhalt der Pipette. In die Lösung der Pipette wird eine an den Verstärker angeschlossene Elektrode getaucht, wodurch sich die Aktivitäten der einzelnen Ionenkanäle innerhalb der Patchmembran messen lassen.

Was die Aussagekraft der Methode begrenzt, sind weniger Gefahren für Patienten als vielmehr methodische Fallstricke, die der Untersucher kennen muss. Der wichtigste ist die Auswaschung: In der Whole-cell-Konfiguration steht das Zellinnere mit der weit größeren Flüssigkeitsmenge in der Pipette in Verbindung, sodass lösliche Bestandteile der Zelle nach und nach verdünnt werden. Vorgänge, die von solchen Botenstoffen abhängen, klingen im Verlauf der Messung ab. Fachleute sprechen vom Rundown der Kanalaktivität und begegnen ihm durch kurze Messzeiten, durch Zusatz der fehlenden Stoffe zur Pipettenlösung oder durch den Wechsel zur perforierten Ableitung.

Ein zweiter Fallstrick ist der Serienwiderstand, also der Restwiderstand zwischen Verstärker und Zellinnerem, der vor allem von der engen Pipettenspitze herrührt. Bei großen Strömen fällt an ihm eine Spannung ab, sodass die Zelle nicht mehr genau auf dem vorgegebenen Wert liegt, und zugleich verlangsamt er schnelle Signale. Moderne Verstärker gleichen ihn rechnerisch aus, doch diese Kompensation hat Grenzen und muss während der Messung überwacht werden. Ähnlich verhält es sich mit den Umladungsströmen der Membran, die jedem Spannungssprung als kurzer Ausschlag folgen und die eigentliche Antwort überdecken können.

Bei weit verzweigten Zellen kommt das Problem der räumlichen Kontrolle hinzu. Eine Nervenzelle mit langen Fortsätzen lässt sich von einer einzigen Pipette am Zellkörper aus nicht überall auf demselben Potential halten; Vorgänge in entfernten Ausläufern werden dadurch verzerrt oder gar nicht erfasst. Auch aus diesem Grund werden zunehmend Ableitungen unmittelbar an den Fortsätzen versucht, was technisch erheblich anspruchsvoller ist.

Empfindlich reagiert die Anordnung außerdem auf ihre Umgebung. Erschütterungen des Gebäudes, elektrische Felder benachbarter Geräte, Temperaturschwankungen und Luftbewegung können ein Gigaseal zerstören oder die Messung verrauschen; Schwingungsdämpfung, Abschirmung und eine stabile Raumtemperatur sind deshalb keine Nebensache. Hinzu kommt, dass nur ein Teil der angesteuerten Zellen überhaupt eine brauchbare Verbindung eingeht — die Ausbeute hängt spürbar von der Erfahrung des Untersuchers und vom Zustand des Präparats ab.

Schließlich bleibt die grundsätzliche Einschränkung, dass die Messung an herausgelöstem Material stattfindet. Eine Zelle in der Kulturschale steht nicht unter den Einflüssen, denen sie im Gewebeverband ausgesetzt wäre, und ein künstlich in eine fremde Zelle eingebrachter Kanal verhält sich nicht zwangsläufig genauso wie in seinem Ursprungsgewebe. Befunde aus der Patch-Clamp-Technik werden deshalb regelmäßig mit Ergebnissen anderer Verfahren abgeglichen, bevor daraus Schlüsse für den gesamten Organismus gezogen werden. Werden für die Präparate Gewebe von Tieren gewonnen, gelten dafür die tierschutzrechtlichen Vorgaben.

Sorgfalt verlangt schließlich die Auswertung selbst. Einzelkanalmessungen liefern lange Aufzeichnungen scheinbar zufälliger Sprünge, aus denen erst statistische Verfahren Aussagen über Öffnungswahrscheinlichkeit, Verweildauer und Leitfähigkeit gewinnen. Wo dabei die Grenze zwischen Ereignis und Rauschen gezogen wird, beeinflusst das Ergebnis unmittelbar: Zu großzügige Schwellen erzeugen Ereignisse, die es nicht gibt, zu strenge unterschlagen sehr kurze Öffnungen. Aus diesem Grund werden die Auswerteeinstellungen mit veröffentlicht, und Messanordnungen werden an gut bekannten Kanälen überprüft, bevor unbekannte untersucht werden. Auch die Zahl der ausgewerteten Zellen fällt ins Gewicht, weil sich einzelne Zellen derselben Kultur erheblich unterscheiden können.

Quellen

• Pape, H.-C., Kurtz, A., Silbernagl, S. (Hrsg.): Physiologie.
  ISBN: 9783132446083

• Brandes, R., Lang, F., Schmidt, R. F. (Hrsg.): Physiologie des Menschen.
  ISBN: 9783662564677

• Silbernagl, S., Despopoulos, A., Draguhn, A.: Taschenatlas Physiologie.
  ISBN: 9783132410305

• Alberts, B., Heald, R., Johnson, A., et al.: Molekularbiologie der Zelle.
  ISBN: 9783527353644

• Heinrich, P. C., Müller, M., Graeve, L., Koch, H.-G. (Hrsg.): Löffler/Petrides Biochemie und Pathobiochemie.
  ISBN: 9783662602652

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